Notas de Aplicaciones
21jun/11

DETERMINACION DE PROTEINAS POR EL METODO DE KJELDAHL / KJELDAHL METHOD FOR PROTEIN DETERMINATION

Francisco Santiago. Engineering Department.

INTRODUCTION

The total protein content in food is made up of a complex mixture of proteins. These exist in a combination with carbohydrates or lipids, which may be physical or chemical. Currently, all methods for determining the total protein content of foods are of empirical nature. An absolute method is isolation and direct weighing of the protein but this method is only used occasionally in biochemical research, as it is difficult and not very practical.

In 1883, the Danish researcher Johann Kjeldahl developed the method currently most used for protein analysis (Kjeldahl method) by organic nitrogen determination. In this technique, proteins and other organic components of food are digested in a mixture with sulfuric acid in the presence of catalysts. The total organic nitrogen is converted by the digestion in ammonium sulfate. The digested mixture is neutralized with a base and distilled later. The distillate is collected in a boric acid solution. Borate anions thus formed are titrated with standarized HCl (or H2SO4) to determine the nitrogen content in the sample.

The analysis result is a good approximation of crude protein content of the food as nitrogen also comes from non-protein components.

Kjeldahl method has undergone several modifications. Originally, potassium permanganate was used to carry out the oxidation process (digestion); however, the results were not satisfactory, so that reagent was discarded. In 1885, Wilforth found that digestion could be speed up by using sulfuric acid and adding a catalyst.  Gunning in 1889 proposed the addition of potassium sulfate, which raises the boiling point of sulfuric acid used in the digestion, in order to reduce the reaction time.

Nowadays, copper sulfate pent hydrated CuSO4.5H2O is mainly used as a catalyst.

REACTIONS CARRIED OUT IN THE KJELDAHL METHOD

DIGESTION

catalysts→
(1) n - C -NH2 + mH2SO4 CO2 + (NH4)2 SO4 + SO2
Protein                                  heat→

NEUTRALIZATION AND DISTILLATION

(2)  (NH2)SO4 + 2 NaOH                        →                     2NH3 + Na2SO4+ 2H2O
(3)  NH3 + H3BO3 (boric acid)                  →                 NH4 + H2BO3- (borate ion)

TITRATION

Borate anion (proportional to the amount of nitrogen) is titrated with standarized HCl (or H2SO4):

(4)    H2BO3- + H+               → H3BO3

MATERIAL
J.P. SELECTA provides the necessary equipment for carrying out the process by the Kjeldahl method.

- 1 electronic burette “Digitrate-Pro 50” of resolution 0.01ml.
Part No 0182026.

-1 precision analytical balance “FA-2204B” of resolution 0,1mg. 
Part No.
5830039.

- 1 Digestion unit (Bloc Digest) for 6, 12 and 20 positions. 
Part No.
4000629, 4000630 and 4000631.

- 1 Scrubber unit. 
Part No. 4001611

 - 1 Water circulation pump.
Part No.
4001612

- 1 Kjeldahl distiller (Pro Nitro M, S or A). 
Part No.
4002627, 4002851 and 4002430.

- Laboratory miscellaneous material.

REAGENTS

Reagents prepared:

It is recommended to use reagents already prepared, specially the titration HCl (or H2SO4). Any error in its preparation may directly affect the determination result.

Use the following reagents, or other equivalent trademarks:

•      Boric acid (powder) 99.5%   PANREAC 141015
•      Mixed indicator 4.8 (or 5) RV   PANREAC 283303

(Methyl Red + Bromocresol Green)

•      Mixed indicator 4.4 RV   PANREAC 282430

(Methyl Red + Methylene Blue)

•      HCl 0.1N SV   PANREAC 171023
•      HCl 0.25N SV   PANREAC 182318
•      H2SO4 0.1N SV    PANREAC 181061
•      H2SO4 0.2N SV    PANREAC 182011
•      Sodium hydroxide 40% RE   PANREAC 171220

(For N determination)

•      Acetanilide 99% (Standard for validation)   PANREAC 151005
•      Ammonium sulfate (Standard for validation)   PANREAC 131140
•      Kjeldahl catalyst 6.25% Cu tabl. 8g   PANREAC 174428

Preparation of ammonia fixative solution.

1.- With mixed indicator 4.8 (or 5):

Prepare the solution of the following formula for 1 litre of fixative solution:

•      Weight 10g of boric acid (powder).   PANREAC 141015
•      Dissolve in 1 litre of distilled water.
•      Add 15ml of mixed indicator 5.    PANREAC 283303

2.- With mixed indicator 4.4:

Prepare the solution of the following formula for 1 litre of fixative solution:

•      Weight 10g of boric acid (powder).   PANREAC 141015
•      Dissolve in 1 litre of distilled water.
•      Add 10ml of mixed indicator 4.4.   PANREAC 282430

PROCEDURE

SAMPLE PREPARATION

•   Triturate, homogenize and mix the sample.
•   Weight between 1 and 2g of sample.
•   In samples with very small nitrogen content, take sample enough to contain at least 5mg of     nitrogen.

DIGESTION

•   Add between 10 and 15ml (macro tube) of H2SO4 96-98% and 1 tablet (8 gm) of catalyst
(For micro tube, the H2SO4 maximum is 5ml).
•   Build a system for fumes extraction or a scrubber with Na2CO3.
•   Perform the digestion in three steps:

1. Depending on the sample water content, begin digestion by evaporating water at 150ºC     during 15-30 minutes.
2. Make a second step between 270 and 300ºC during 15 or 30 minutes to reduce production     of white fumes.
3. Continue the digestion at 400ºC between 60 and 90 minutes.

Some examples:

Cheese or meat:
Step 1: 150ºC / 30’              Step 2: 270ºC / 30’              Step 3: 400ºC / 90’

Cereals:
Step 1: 150ºC / 15’              Step 2: 300ºC / 15’              Step 3: 400ºC / 60’

Visual control: The result is a clear transparent liquid with light blue, green or yellow colour, depending on the catalyst used. There should be no black residues attached to the tube wall.

Note: During digestion, the samples foam production must be controlled. If this is excessive, step 1 should be extended.

DILUTION

•   Take the sample tubes out of the digestor block and let them cool at ambient temperature     (this could be forced by carefully immersing the tubes in a little water).
•   Add about 25ml of distilled water on each tube.
•   Add the water slowly and shaking the tube in order not to solidify the sample. If necessary,     heat slightly the tube (for example, by inserting it in the digestor block still hot).
•   Cool again until it arrives at ambient temperature.
•   To prevent nitrogen losses and violent reactions, do not insert the tube still hot in the distiller.

DISTILLATION

•   Place a 250ml Erlenmeyer flask at the coolant outlet with 50ml of boric acid and some drops     of indicator.
•   Program a dosage of NaOH from 50 to 75ml.
•   Insert the sample tube in the distiller.
•   Distillate it to collect 250ml in the Erlenmeyer flask (50ml boric + 200ml distilled).

Visual control: Once added the NaOH, the sample must have a bluish colour. If not, please add more NaOH.

TITRATION AND CALCULATION

•   Titrate the distillate with HCl or H2SO4, until the colour changes (endpoint: pH 4.65)
HCl moles = NH3 moles = N moles in the sample
H2SO4 moles = 2 NH3 moles = 2 N moles in the sample
•   Do the calculation:

mg N = N x  V   x  14

Where:

N = Titration acid normality.
V = Consumed acid volume.
14 = Nitrogen atomic weight.

•   To change to protein content, correct it by the appropriate factor according to the sample     nature (6.25 by default).
•   Periodically perform a blank test and subtract it from the result.

% proteins =  P2/P0 x 100 x F

Where:

P2: Nitrogen (mg).
P0: Sample weight (mg).
F: Protein factor.
(6.25 by default)

Protein factor in some foods:

Almonds 5,18
Nuts 5,30
Nuts - peanuts 5,41
Jelly 5,55
Soya 5,71
Barley, trenches, rye 5.83
Wheat, whole flour 5,83
Flours (not whole ones) 5,70
Rice 5,95
Corn 6,25
The rest of foods 6,25
Saved 6,31
Milk and milky products 6,38

VERIFICATION OF RECOVERY WITH AMMONIUM SULFATE

This verification is widely used to certify the distiller operation.

You have to prepare a sample whose nitrogen content is known. Then distil, titrate with HCl 0.25N and calculate the detected nitrogen.

The nitrogen percentage detected on the sample is called nitrogen recovery.

Prepare the sample:

Nitrogen content of an ammonium sulfate sample:

Formula: (NH4)2 SO4
Molecular weight: 132.14
Factor: 14 * 2 / 132.14 = 0.212
mg of nitrogen = 0.212 * mg of ammonium sulfate.

•   Weight about 100mg of ammonium sulfate. The exact weight will be P0.
•   Nitrogen exact weight is:

P1 (mg) = P0 x 0,212

•   Distil by adding 25ml of NaOH.
•   Once distilled and titrated, we get the detected nitrogen (mg): P2

P2 = N x V x 14

Where:

N = Titration acid normality (HCl 0.25).
V = Consumed acid volume.
14 = Nitrogen atomic weight.

•   Calculate the recovery:

R (%) = P2 / P1 *100

•   An acceptable recovery is between 99.5 and 100.5 %.

If we use HCl of different normality, prepare samples:

Normality Ammonium sulfate samples

0,05                               20... 40mg

0,1                                  40... 90mg

0,25                               100… 200mg

0,5                                 200… 400mg

VERIFICATION OF RECOVERY WITH ACETANILIDE

This verification is widely used to certify the complete process operation of the Kjeldahl nitrogen analysis, which includes digestion, distillation and titration stages.

You have to prepare a sample whose nitrogen content is known. Then digest, distil, titrate and calculate the detected nitrogen.
The nitrogen percentage detected on the sample is called nitrogen recovery.
Acetanilide is used to do this verification.

Prepare the sample:

Nitrogen content of an acetanilide sample:

Formula: C8H9NO
Molecular weight: 135.17
Factor: 14 / 135.17 = 0.1035
mg of nitrogen = 0.1035 * mg of acetanilide.

•   Weight about 250mg of acetanilide. The exact weight will be P0.
•   Nitrogen exact weight is:

P1 (mg) = P0 x 0,1035

Sample digestion:

•   Place the acetanilide in the tube, add 10ml of 98% sulfuric acid and a Kjeldahl catalyst tablet.
•   Digest at 400ºC for 1h (The result must be a transparent liquid with blue colour).
•   Cool and add 25ml of distilled water on each tube. Take care to avoid spillage. Water reaction     over sulfuric acid is violent.

Distillate:

•   Distil by adding 75ml of NaOH. Use HCI 0.25N for titration.
•   Once distilled and titrated, we get the detected nitrogen (mg): P2

Where:

N = Titration acid normality (HCl 0.25).
V = Consumed acid volume.
14 = Nitrogen atomic weight.
P2 = N x V x 14

•   Calculate the recovery:

R (%) = P2 / P1 *100

•   An acceptable recovery is between 99.5 and 100.5 %.

ERROR FONTS

The main error fonts are:

During the digestion process:

1.- The inclusion of non-protein nitrogen (although the amount of this nitrogen is usually negligible compared with the protein nitrogen one).
2.- Nitrogen loss during digestion:
An excess of sodium or potassium sulfate added to the acid to raise the boiling point may produce decomposition by the heat and therefore a loss of nitrogen.
On the other hand, the catalyst excess (generally copper) may also produce nitrogen loss.
3.- Sample incomplete digestion:
It is usually due to a lack of reaction time or sulfuric acid.

During distillation:

1.- Incomplete neutralization of digested mixture. It is necessary to add enough NaOH to neutralize the sulfuric acid excess resulting from the digestion as well as to transform the entire ammonium formed in the ammonia digestion.
2.- Ammonia loss due to leaks in the distillation circuit.
3.- Ammonia loss due to insufficient cooling in the condenser.

BIBLIOGRAPHY

A.O.A.C. 1980. Association of Official Agricultural Chemists.  Official Methods of Analysis. Washington, D.C.
Nielsen, S.S. 1994. Introduction to the Chemical Analysis of Foods. Ed. Jones and Bartlett Publishers. U.S.A. pp 209-212.
Ranganna, S. 1977. Manual of Analysis of Fruit and Vegetable Products.  Ed. McGraw-Hill Publishing Co. Ltd. New Delhi.
Yeshajahu P. & Meloan C.E. 1987. Food Analysis. Theory and Practice. 2on Ed. AVI U.S.A. pp 753-758.

Comentarios (47) Trackbacks (0)
  1. excelente información me fue de mucha ayuda…. se les agradece

  2. excelente información muy clara, me ayudo mucho

  3. EXCELENTE TRABAJO QUE PUEDE AYUDAR A LOS ESTUDIANTES Y MAESTROS PARA REALIZAR ESTE MÉTODO. FELICIDADES

  4. es una informacion muy completa espero y mucha gente mas hiciera este tipo de trabajos que ayuda mucho a personas como yo que aveces no nos acordamos bien de la tecnica

  5. muchas gracias por la informacion, esta bien detallada lo cual me ayuda para mi proyecto de analisis organico…gracias

  6. Perdon pero como logras hacer que el % de recuporación cumpla el criterio,

    Por ejemplo peso 3.3 g de SUlfato de amonio y los disuelvo e 250 mL de agua , los mg de N serian (3.3*.212) de 0.6996……p1
    Ok analizo 5 mL y gasto de HCl 0.1 N 9.5 mL
    P2= 9.5*0.1*14=13.3

    %R = (13.3/0.6996)*100 = 1901.08

    QUE ME FALTA????

    • Buenas tardes Araceli,

      El primer cálculo no es correcto porque la masa del sulfato de amonio debe estar en mg
      3.3 g (3300mg ) de sulfato de amonio contiene (3300*.212)= 699.3 mg de Nitrógeno.
      Si los disuelve en 250 ml de agua destilada la disolución tendrá 2.7984 mg de N / ml
      Si prepara como muestra 5 ml de esta 2.7984 mg de N. Es decir su muestra contiene 13.992 mg de N
      El consumo teórico de HCl 0.1 N es:

      HCl ml teórico ml = N( muestra) mg / (masa molecular de Nitrógeno x Normalidad HCl)

      HCl = 0.014 / ( 14.0067 x 0.1) ml HCl
      HCl = 9.99 ml HCl

      Es decir el consumo teórico de HCl 0.1 N para esa muestra es de 9.99 ml.

      Observaciones.
      1.- El peso de la muestra de sulfato de amonio tiene que pasarse primero a mg para hacer el calculo. (3300*.212)= 699.3 mg N (P1).
      Si realizamos es calculo con el peso en mg el resultado de la recuperación es del 95.10 %

      2.- Para conseguir una recuperación más próxima al 100% tiene que tener en cuenta al hacer los cálculos que la normalidad de HCl sea muy precisa.
      Ejemplo:
      Con N = 0.09 la recuperación es 85.59 %
      Con N = 0.10 la recuperación es 95.10 %
      Con N = 0.11 la recuperación es 104.61 %
      Es decir hay que tener en cuenta al hacer los cálculos que un error de una centésima en la normalidad del HCl provoca errores de orden del 5 % en la recuperación.
      Una botella de HCL 0.1 N abierta una semana antes aumenta su concentración dependiendo de las condiciones de almacenamiento (influye el calor, la humedad,…)

      Aconsejamos para hacer la verificación utilizar una botella de HCl abierta en el momento de realizar la prueba y una vez abierta guardarla en un refrigerador para que la normalidad varíe lo mínimo posible.

      Saludos y esperamos que la información le sea útil.

      Grupo Selecta

  7. En el proceso de titulacion o valoracion que es mejor? una bureta electronica o un valorador o titulador automatico? nosotros contamos con un destilador pro nitro M y hacemos una titulacion manual y queremos mejorar nuestros resultados, que valorador o titulador nos recomiendan?

    • En principio siempre es más preciso un titulador automático, sobre todo porque es más repetitivo pero se pueden obtener excelentes resultados (comparables a los del titulador) con una bureta electrónica (con resolución 0.01 ml) si el operario que la utiliza es metódico en su forma de trabajar.

      Para mejorar resultados lo más importante es la normalidad del reactivo utilizado en la valoración.

      1.- Que sea muy precisa. Por ejemplo si utilizamos HCl 0.100 N y por un error en la preparación las normalidad es 0.105 N la recuperación obtenida será del orden del 95%
      2.- El reactivo utilizado para valorar aumenta su concentración con el paso del tiempo debido a la evaporación.

      Con respecto a tituladores no podemos hacer ninguna recomendación, hay muchos en el mercado y trabajan con mucha fiabilidad.

      Saludos.

      Grupo Selecta

  8. Estoy muy interesado en conocer mas sobre estos analisis de obtencion del porcentaje de proteina en soya, maiz y piensos para animales.

  9. Hola,
    Estoy interesada en la determinación de N total en muestras de musgos, es necesario realizar un pre-tratamiento (¿meter musgo en la estufa para perder humedad?) antes de la digestión o se puede digerir directamente.
    Saludos
    Angeles

    • Apreciada Angeles
      Se hace la digestión directamente.
      Si el contenido de humedad es muy elevado, se puede programar un tiempo de digestión algo mayor para el primer paso (aprox 150ºC entre 20 y 60 minutos en función de la humedad de la muestra).
      Saludos

  10. Ante todo muchas gracias por la publicación de esta página y facilitar el trabajo diario de laboratorio.
    Mi pregunta es la siguiente:
    Como puedo controlar la temperatura que se alcanza en la digestión?
    Puede ser que por un exceso de temperatura o tiempo las proteínas se “quemen”.
    Saludos

    • Apreciado Fernando
      La temperatura alcanzada por la digestión está controlada por el regulador del bloque digestor.
      Si lo que desea es medir qué temperatura alcanza una muestra cuando se realiza la digestión, es muy difícil ya que significaría introducir una sonda en ácido sulfúrico 98% a una temperatura aproximada de 400 ºC. No conocemos ningún tipo de sonda que resista estas condiciones.
      Por otro lado, se podría intentar mediante un termómetro de infrarrojos pero también resultaría poco fiable y peligroso.
      Si lo que desea es validar el proceso, es mejor validarlo con un patrón de acetanilida. De esta manera tenemos la seguridad de que en todo momento se cumplen las condiciones necesarias para una digestión completa.
      Por otro lado, el exceso de tiempo o de temperatura no destruye las proteínas.
      Si lo que encuentra es una falta de recuperación de proteína después del proceso completo puede ser por una digestión incompleta (falta tiempo o temperatura en la digestión) o por una insuficiente adicción de NaOH en la destilación.
      Saludos

  11. Ante todo gracias por la respuesta. Mi problema es en la harina de pescado, a veces al momento de la destilación, al verter el NaOH al 40%, toma una coloracion azulada y otras marrón casi color carbonizado, oscuro… a qué se debe que en algunas ocaciones toma diferentes coloraciones?… Muchas gracias por su invalorable ayuda. Atte L. Rios

    • Apreciado Luis
      El color azul o marrón oscuro depende de la cantidad de NaOH que añadimos a las muestra para iniciar la destilación.
      El color azul nos garantiza que hemos puesto exceso de NaOH en la muestra para neutralizar todo el ácido sulfúrico que ha quedado después de la digestión y para que reaccione con el amonio sulfato que se ha formado en ésta.
      Cuando no se alcanza este color azul y la muestra queda de color marrón, no tenemos esta garantía aunque es posible que sí haya exceso de NaOH y el resultado del análisis sea correcto.

      ¿A qué se debe que en unas muestras si se alcance el color azul y en otras no?
      Fundamentalmente a que:
      1.- No todas las muestras tienen la misma cantidad de proteínas. Muestras con diferente cantidad de proteínas “consumen” un volumen diferente de ácido sulfúrico durante la digestión.
      2.- Normalmente el ácido sulfúrico que ponemos en un tubo de muestra para la digestión se añade con poca precisión ( y no es necesaria). Puede haber diferencias de 1 o 2 ml entre muestra y muestra y esta diferencia puede provocar la diferencia de color en el momento de la destilación.

      Si desea tener la seguridad de que añade exceso de NaOH, una vez iniciada la destilación si la muestra en concreto no alcanza el color azul, puede añadir más cantidad de NaOH. En el Pronitro M, por ejemplo pulsando la tecla de flecha abajo para añadir 20 ml más.
      Otra opción es programar un volumen inicial mayor.

      De todas formas, como le decía anteriormente, no es imprescindible alcanzar este color azul. Con un cálculo estequiométrico puede determinar la cantidad de NaOH que necesita y programarla en el equipo. De esta manera sabrá que la cantidad añadida es suficiente independientemente del color final de la muestra.

      Saludos

  12. Buenos días.
    Este método de análisis es selectivo para todo tipo de alimentos? He obtenido resultados muy elevados de proteína en edulcorantes de mesa, estos contienen nitrógeno pero no son de origen proteico, tipo sacarina ácida, existe algún método de análisis para cuantificar proteínas en este tipo de alimentos?
    Un saludo y gracias

    • Buenos días, Alfonso.
      En primer lugar, disculpa el retraso en responderte.
      No tenemos experiencia en análisis de edulcorantes y aunque hemos consultado con laboratorios que colaboran con nosotros, ninguno nos han sabido dar una respuesta definitiva sobre la cuestión que nos planteas, ya que tampoco analizan este tipo de muestras.
      Lamentamos mucho no poder ayudarte.
      Recibe un cordial saludo

  13. lo maximo esta informacion me sirvio muchisimo en la elavoracion de mi informe de practica,muchas gracias…..

  14. Buenas tardes:
    Tengo una inquietud,en la determinación de proteíonas cambie las pastillas catalizadoras antes usaba sulfatos con selenio y ahora las uso sin selenio, sin embargo todo me modifico, la digestión no queda traslucida sino como pastosa y al titular me dan valores mayores a lo normal, que puede estar afectando el proceso, los demás reactivos son los mismos.

    • Buenos días, Rocio
      Si cambia de catalizador, tiene que reajustar el proceso.
      El catalizador modifica propiedades de los reactivos y cada catalizador lo hace de manera diferente.
      Por los datos que nos envía parece que la digestión no es completa.
      Debería probar a aumentar la cantidad de sulfúrico que utiliza en cada muestra o a aumentar el tiempo de digestión.
      Una de estás dos propuestas tendría que solucionar el problema.
      Por ejemplo: si utiliza catalizador de sulfato de cobre (CuSO4.5H2O) debe poner para 15 ml de ácido sulfúrico 98%, 8 gramos de catalizador y el último paso de la digestión debería durar al menos 1h.
      Recibe un cordial saludo

  15. Si utilizo sulfato de potasio y sulfato de cobre pentahidratado, en que cantidades deberia anadir cada uno de estos reactivos para0.5 g de muestra y 15 mL de acido sulfuric? Como puedo asegurar que la cantidad de los mismos es la correcta/

  16. muy bueno artículo, me gustaria que me enviaran el metodo para determinacion de amonio por arrastre de vapor, muchas gracias

  17. estoy trabajando con una muestra de maiz pero he tenido problemas en alcancar la coloracion verdosca tranparente en la etapa de degistion a que se debe esto ,

    • Buenos días, Francisco
      El problema puede ser debido a:
      1.- Insuficiente ácido sulfúrico 98% para realizar la digestión completa (o exceso de muestra).
      2.- Tiempo de digestión insuficiente.
      3.- Temperatura insuficiente en el último paso de la digestión.

      Otra causa no tan probable:
      4.- Exceso de catalizador

      Un saludo

  18. hola excelente trabajo .. ..bueno he utilizado este método , pero la verdad nuestro profesor nos ha dado un cuestionario en donde nos habla de sustancias a utilizar en un ensayo en blanco y no se que hacer estuve investigando y no doy con la respuesta y necesito ayuda por que estoy en cero …:(

    • Buenos días,
      Normalmente, para un ensayo en blanco se utiliza agua destilada.
      El resultado debe ser muy próximo a cero y nos da una idea del grado de contaminación que tenemos en nuestros reactivos.
      Un saludo

  19. que diferencia tengo entre una muestra liquida y otra seca?????? un concentrado por ejemplo.
    gracias

  20. Buenas, primero felicitar por el muy buen material que subieron a esta pagina, es de mucha ayuda.
    Lo segundo es una consulta que tengo para hacerles. Estoy utilizando uno de sus equipos, un bloc digest para 6 tubos, para la determinación de proteínas de harina de carne y hueso. En general no llegamos a completar 6 muestras por día para tirar (lo usual es que tiremos 4), por lo que nos quedan casi siempre 2 o más tubos sin contenido. Mi pregunta es si el dejar los tubos vacíos durante la digestión me puede generar algún problema tanto para el equipo como para el resultado final de proteína.
    Muchas gracias.
    Saludos.

    • Buenas tardes
      No hay ningún inconveniente. Pero los tubos deben estar vacíos o con ácido. Nunca con agua u otro líquido cuyo punto de ebullición sea inferior al del ácido sulfúrico.
      Saludos.

  21. Muy buena informacion y muy bien explicado, me ayuda bastante porque tengo que poner a punto un semiautomatico, me saco varias dudas. gracias

  22. Buena informaciòn . pero ahora quiero saber cuales otros factores puedo usar para estimación de proteinas : y para muestras especificas como :frijol, trigo, maiz, leche, carne de ave y huevo??? les agradeceria que me informaran… gracias

  23. Hola,

    como hago para verificar y eliminar:
    - Perdida de amoníaco por fugas en el circuito de destilación.
    - Perdida de amoniaco por refrigeración insuficiente en el condensador.
    Muchas gracias, saludos

    • Buenos días,

      Para comprobar fugas en el circuito de destilación debería retirar las tapas laterales del equipo y simplemente observar si hay salida de vapor en algún punto del circuito.
      Respecto a la refrigeración insuficiente debería comprobar que el destilado tiene una temperatura inferior a 20 ºC en otro caso es probable que se produzcan pérdidas.
      Si con estas dos comprobaciones no consigue detectar la causa de las pérdidas debería ponerse en contacto con un servicio técnico de Selecta.

      Saludos.

      Admin.

  24. Quiero saber cual es el valorde la avena de la tabla de kjendalh

  25. Disculpa, como se obtiene el factor de convercion de 6.25

  26. que diferencia hay entre la proteína en base seca y en base humeda??, como corrigo mi resultado de una harina de humedad 13.5 a estándar 14, o un trigo de humedad 9.95 a la estándar 12

    • Buenos días

      No sé si he entendido muy bien la pregunta que plantea. Si se refiere a la diferencia entre una misma muestra con diferente tipo de humedad, debe tener en cuenta que en el momento de pesar la muestra está pesando el extracto seco y la humedad.
      Si trabaja siempre con extracto seco podrá compararlas.
      Si no le es posible trabajar con extracto seco puede calcular el % de proteína sobre el extracto seco a partir del % obtenido con la muestra húmeda ( ya que como me parece observar en su pregunta conoce la humedad de cada muestra) Y compararlo una vez haya calculado el % sobre extracto seco.
      Yo le haría una pregunta, ¿Necesita conocer el % de proteína de una muestra que tenga siempre el mismo grado humedad?

      Saludos.

      Admin.

  27. Gracias por la ayuda, quiero que sepan que me ha ayudado a entender los cálculos y que nadie ha sabido explicarme.

  28. hola mi nombre es ferney
    por favor podrian ayudarme con el peso de las diferentes muestras a analizar
    por ejemplo para frutas, cereales, granos, hortalisas, alimento animal entre otros.
    muchas gracias
    espero su colaboracion.

    • Buenos días Ferney. Aconsejamos utilizar alrededor de 1 g (1000 mg) de muestra. Solamente deberías reducirla en caso de que el contenido en nitrógeno sea muy elevado para evitar un consumo excesivo de ácido de valoración. Si trabajas con un Pronitro A lo ideal es que el consumo de ácido esté entre 6 y 15 ml así que las muestras deben tener una cantidad de nitrógeno que puedan ser valoradas con estos volúmenes.
      Te pongo algún ejemplo con patrón de sulfato de amonio:

      Normalidad del ácido de valoración Muestra de sulfato de amonio.
      0,05 20 … 40 mg sulfato de amonio (4.24 – 8.48 mg Nitrógeno)
      0,1 40 … 90 mg sulfato de amonio (8.48 – 19.08 mg Nitrógeno)
      0,25 100… 200mg sulfato de amonio (21.20 – 42.40 mg Nitrógeno)
      0,5 200… 400mg sulfato de amonio (42.40 – 84.80 mg Nitrógeno)

      Deberías aplicar el mismo criterio a tus muestras.

      Saludos.

      Admin.

  29. buen dia
    gracias por la respuesta, pero esto que me dices no importa si es para cualquier otra matriz, supongamos que voy a realizar el montaje para 5 muestras y una es de una leche, otra de un yogurt, una fruta, carnicos y un concentrado para ganado.

    segun lo que me dices es que en las 5 muestras debo pesar el mismo gramo para todas??
    gracias

    • Buenos días.

      No, creo que no me he explicado bien, lo que quiero decir es que para cada tipo de muestra es mejor pesar la cantidad adecuada para esa muestra.
      Imagina que tuvieras una muestra, A con un 50% de nitrógeno y otra, B con un 5% Si pesas 500 mg de cada muestra en el caso de la A obtendrás 250 mg de nitrógeno y en el de la B 25 mg. Puedes trabajar perfectamente con estas cantidades pero en el momento de la valoración y con un reactivo de valoración 0.25 N gastarás del orden de 70 ml en el caso de la A y 7 ml en el de la B . Por eso conviene adecuar el peso al tipo de muestra.

      Por ejemplo de la A 100 mg (obtendrás unos 50 mg de nitrógeno) de la B 1000 mg (obtendrás unos 50 mg de nitrógeno) el consumo en la valoración sería similar , del orden de unos 14 ml.

      Saludos.

      Admin.

  30. cordial saludo
    necesito validar este metodo y no se como hacerlo me podrias ayudar con esto??


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